【和訳】イベルメクチンは線条体のコリン作動性活性を高め、ドーパミン終末の機能を促進する
Cell & Bioscience 4巻 50号(2024)
DeepLを用いて和訳しました。機械翻訳ですので原著を参照してください。
原著
要旨
しかし、IVMは脊椎動物のいくつかのイオンチャネルのモジュレーターとしても作用し、パーキンソン病の前臨床モデルにおけるL-DOPA治療を促進することが期待されている。 しかし、IVMは脊椎動物のいくつかのイオンチャネルのモジュレーターとしても作用し、パーキンソン病の前臨床モデルにおいてL-DOPA治療を促進することが期待されている。ドパミン終末機能に対するIVMの薬理学的効果を、IVMの潜在的標的であるプリン作動性P2X4受容体とニコチン性アセチルコリン受容体の役割に焦点を当てて検証した。イベルメクチンは、背側線条体のドーパミン放出の電気化学的検出を増強した。線条体のP2X4受容体が観察されたが、ドパミン放出に対するIVM効果はP2X4受容体の不活性化では阻害されなかった。一方、IVMはドパミン放出に対するニコチン作用を減弱させ、ニコチン受容体への拮抗作用はドパミン放出に対するIVM作用を阻止した。IVMはまた線条体コリン作動性介在ニューロンの発火を促進した。L-DOPAは小胞内含有量を増加させることによりドパミン放出を促進する。L-DOPAとIVMの併用は放出をさらに促進したが、高周波数刺激と低周波数刺激の比率は減少したことから、IVMは小胞内量ではなく、主に終末興奮性の変化によって放出を促進していることが示唆された。従って、IVMはドパミン終末におけるコリン作動性活性の亢進を介して線条体ドパミン放出を増加させている。
はじめに
線条体中葉回路には、黒質コンパクト（SNc）に由来するドーパミン（DA）ニューロンからの主要な入力が含まれ、それらは局所中棘ニューロンにシナプスし、直接および間接線条体経路からの出力を調節する。この回路の局所制御因子には、内在性活動 [2] によってリズミカルに発火し、グルタミン酸（視床入力など） [36] やGABA入力によって駆動される過分極活性化電流 [6] によってさらに活性化される、大型のアスピニー性コリン作動性介在ニューロン（CIN）が含まれる。コリン作動性発火はまた、ニコチン性アセチルコリン受容体（nAChR）の活性化を通じてDA末端を脱分極させ、コリン作動性誘発DA放出または進行中の放出の調節をもたらすことがある [7,45,58,68,69,70,72]。DA入力と関連するコリン作動性活性の変化は、運動と気分の変化を引き起こすことが知られており、パーキンソン病などの関連疾患の症状の根底にある [1,8,39]。
本研究では、線条体DAおよびコリン作動性局所回路と、一般的に処方される抗寄生虫薬イベルメクチン（IVM）との相互作用を検討する。IVMは、エタノール消費、不安、感覚運動障害、社会的コミュニケーション行動など、多くのDA関連行動に影響を及ぼすことが知られている [19,28,29,30,63,64]。実際、IVMは、前臨床パーキンソン病（PD）動物モデルを含め、L-DOPA誘発行動を改善することも示されている [30,59]。しかし、IVMが線条体のDA放出に影響を及ぼすかどうかを検討した研究はない。そこで、背側線条体（DS）におけるシナプス性DA放出を測定するために高速走査サイクリックボルタンメトリー（FSCV）を用い、DA放出に対するIVMの機序的効果を明らかにするために、実験中に薬理学的薬剤を適用した。
実験方法
対象動物
雌雄のC57BL/6（生後30日以上）を飼育し、National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animalsに従って世話をした。動物は12時間：12時間の明暗サイクル（午後10時から午前10時まで点灯）で飼育され、2～5匹／1ケージで飼育され、餌と水は自由摂取とした。イメージング実験には、マクロファージFas誘導アポトーシス（MaFIA）トランスジェニックマウス（RRID: IMSR_JAX:005070）を用い、ミクログリアのイメージングを行った。実験プロトコールは、National Institutes of HealthGuide for the Care and Use of Laboratory Animalsに従って、ブリガムヤング大学のInstitutional Animal Care and Use Committeeの承認を得た。
脳スライスの調製
冠状脳スライスは、以前に記載された方法 [7,69]で得た。簡単に述べると、動物をイソフルラン（5％）で麻酔し、断頭し、脳を迅速に解剖し、人工脳脊髄液（ACSF）切削液中で220μmのスライスに切開した。ACSF切削液（pH＝～7.4）は95％O2/5％CO2で酸素化され、（単位mM）126NaCl、2.5KCl、1.2NaH2PO4、2.4CaCl2、1.2MgCl2、21.4NaHCO3、11グルコース、0.1ケタミン（グルタミン酸受容体遮断用）から成る。スライスは、34-36℃に保たれたACSF連続流（2.0mL/分）の記録チャンバーに移された。背側線条体は、Nikon Diaphot倒立顕微鏡（透過光モード）およびOlympus X51顕微鏡（透過赤外Dodt勾配コントラストイメージング）を用いて、低倍率下で後角のレベルで可視化した。
高速スキャンサイクリックボルタンメトリー記録
FSCVを用いて、電気的に誘発されたDS DA放出を得た。炭素繊維電極（CFE）は、L-DOPA実験用に1.5 V 90秒の電 着前処理を用いてナフィオンコートした[44]。ドパミン放出は、CFEから100～200μmの距離に設置したKCl入りマイクロピペットからの単相刺激により、2分ごとに電気的に誘発された。L-DOPAの実験では、交互の単一パルス/5パルス刺激プロトコルを用いた（0.5msパルス、350μA、20Hz）。追加の実験では、5Hz、20Hz、100Hzの5パルス刺激を含む周波数刺激プロトコルを用いた。ヘキサメトニウムを用いた実験では、より短い0.5msパルスによる信号の乱れを考慮し、4msパルスを用いた。CFE電位は、対Ag/AgClで-0.4Vから1.2Vまで直線的にスキャンし、-0.4Vまで戻した（スキャン速度＝400V/s）。サイクリックボルタンモグラムは、ChemClampポテンショメーター（Dagan Corporation、米国ミネソタ州ミネアポリス）または自社開発のポテンショスタットを用いて、100ms（10Hz）ごとに記録した。記録は、以下に説明するように、Demon Voltammetryソフトウェアを使用して実行し、分析した[66]。
薬物の調製と投与
IVM（cat. NDC 55529-012-01, Norbrook Laboratories, Ltd, Newry, North Ireland, UK）、ニコチン（cas. no. 54-11-5, Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USA）、および5-（3-Bromophenyl）-1，3-dihydro-2H-benzofuro［3，2-e］-1，4-diazepin-2-one（5-BDBD）（cat．T22518, TargetMol, Wellesley Hills, Massachusetts, USA）をストック溶液に溶解し、指定濃度（0.1-100 µM IVM, 300 nM Nicotine, 200 µM Hexamethonium, 10 µM L-DOPA, 10 µM 5-BDBD）でACSFに希釈した。薬物の脳スライス投与には、重力ベースのフローシステムまたは蠕動ポンプ（1～2 ml/分）を使用した。
多光子イメージング
C57BL/6 Jバックグラウンドでコロニー刺激因子1受容体上に増強緑色蛍光タンパク質（EGFP）を発現するトランスジェニックマウス（マクロファージFas誘導アポトーシス、MAFIA）を用いてミクログリアを可視化した。動物を2-4％イソフルランで麻酔し、上記のように犠牲にした。脳を摘出し、線条体背部をターゲットとして上記のようにスライスを作成した。その後、スライスを直ちにACSFに入れ、P2X4抗体（50:1; Thermo Fisher Scientific, PA5-37,880; AF647結合）と室温、暗所で30分間インキュベートした。脳スライスを2光子記録チャンバーに移し、ACSFに浸し（流速～1～2ml/分）、過剰な抗体を洗い流した。特注の自社製二光子顕微鏡は、870 nm（EGFPとAlexa Fluor 647の同時励起に最適化）にチューニングされたTi-Sapphire Chameleon Discovery NX Laser（Coherent社製）を用いた。蛍光発光は、40倍（0.8NA）水浸対物レンズ（オリンパス）を用いて可視化した。GFP（520 nmクリーンアップフィルター）とAlexa Fluor 647（670 nmクリーンアップフィルター）を同時に検出するために、スライス間3μm、合計17スライスでZスタックを収集した。画像はFiji [48]を用いて合成し、カラー化した。
脳スライスにおける細胞接着電気生理学的記録
電気生理学的研究では、ホウケイ酸ガラスのキャピラリー電極（2.5-6 MΩ）を用いた。CIN発火の細胞付着記録（ピペット内はNaCl 150 mM）では、細胞膜と記録ピペットの間にシール（10MΩ-1 GΩ）を形成した。その後、Axon Instruments Multiclamp 700B (Molecular Devices, San Jose, CA, USA)の増幅器を用いてボルテージクランプモードで自発的スパイク活動を記録し、Axon 1440Aデジタイザー (Molecular Devices)を用いて3kHzでサンプリングし、Mini Analysis (Synaptosoft: Decatur, GA)および/またはAxograph 10 (Axograph, Sydney, Australia)を用いて収集・解析した。電流活動の安定したベースライン記録は、イベルメクチン（50μM）の灌流前に5分間得られた。
生理記録のためのコリン作動性介在ニューロンの同定
発火活動と神経細胞の大きさを用いて、以前に同定された基準 [5,26,3153,57,61,69,73] を用いて、未標識マウスのコリン作動性介在ニューロンを他の線条体ニューロンと区別した。コリン作動性介在ニューロンは一様に大きくアスピニー [31] で、自発的に活動する [61] 。記録された神経細胞は自発的に活動し（通常、非薬物条件下で2～10 Hz）、大きい（> 35 µm）。トニックに活動的であるという基準は、最大のGABAニューロン集団、中棘ニューロン（95％以上；[27,35]）、高速スパイキング介在ニューロン、ニューログリアフォーム、高速適応介在ニューロン[52]を排除する。次に、遅い発火周波数により、自発的に活性化/バーストす るニューロンを除外する。これらのニューロンは平均発火率が 100Hz以上だからである[52]。小さいニューロンを除外することで、記録はコリン作動性介在ニューロン（20～50μm； [26]）と、低閾値スパイク介在ニューロン（神経ペプチドY + /NOS + /ソマトスタチン + ; 10～35μm； [26]）やチロシン水酸化酵素 +介在ニューロン（～10μm； [55]）といった他の同調的に活動するニューロンを効果的に識別することもできる。したがって、本研究ではコリン作動性サブポピュレーションを調査しているわけではないが、今回の実験における注意点は、実験者が直径35μm以上の緊張的に活性なニューロンからのみ記録するように偏っていることであり、これはコリン作動性介在ニューロンの未分類のサブポピュレーションを表している可能性がある。
統計的解析
ドーパミン放出実験は、Demon Voltammetry [66]で解析した。複数の動物やスライス間で比較するために、DA放出シグナルは、最後の3つの1パルスまたは5パルスACSF記録で平均化され（被験者内で）、その後のDAシグナルが正規化されるベースライン値を確立した。こうして、同一スライスにおいて、薬物投与後の状態を薬物投与前のベースライン状態と比較し、被験者内実験計画を立てた。電気生理学的CIN発火率実験では、活動電位の解析にAxographとMinianalysisを用い、実験も被験者内デザインで行った。統計解析はPrism 5（GraphPad）を用いて行った。すべての検定の有意性はp<0.05とした。値は平均値±SEMで表した。有意水準はアスタリスク*,**,***でグラフ上に示され、それぞれ有意水準p < 0.05、0.01、0.001に対応する。データはリクエストベースで共有される。
結果
IVMはP2X4受容体の活性化とは無関係にDA放出を促進する
先行研究により、IVMはnAChR [3,10]およびP2X4受容体 [60]の陽性アロステリックモジュレーター（PAM）として作用するが、P2X4受容体ではより強力であることが示されている。電気的に誘発されたDA放出（1パルス）に対するIVMの濃度依存的効果を、浴槽への適用（μM単位：0.1、0.5、1、5、10、50、100）を介して調べ、FSCV（追加ファイル1：図S1）一元配置分散分析により測定した（F(7,147)= 9.178、p < 0.0001）。IVMは50μMと100μMで有意にDA放出を増加させた。本明細書の残りの実験では、薬理学実験において陽性対照として作用しうる効果が明確に観察されたため、50μM濃度を用いた。IVM (50 µM)が電気的誘発DA放出を増加させた例を示す（図1A-B）。P2X4受容体に対するIVMのPAM作用は強力で、1～100μMの範囲で起こる [30,43]。IVMはP2X4受容体を介してDA関連行動に作用することも示されている [30,63]。P2X4受容体はDS、特にミクログリアに発現しているが、ミクログリア以外の細胞にも発現している（図1C）。その感受性の高さ、過去の行動学的効果、および局在性から、IVMを介した誘発DA放出の変化は、当初P2X4受容体の活性化によって起こるという仮説が立てられた。P2X4受容体拮抗薬である5-BDBD（10μM）を併用しても、IVM（50μM）による単パルス刺激からのDA増加は抑制されなかった（図1D、一元配置分散分析；F(2,41)= 10.32, p = 0.0002）。ドーパミン放出は、より速い刺激周波数によって放出の増加として現れる局所的な回路活動に敏感である可能性がある [47,67,68]。したがって、DA放出回路におけるIVMとP2X4受容体の相互作用を調べるために、高い刺激周波数から低い刺激周波数のプロトコルが用いられた。一般に、IVMも5-BDBDもベースラインと比較して周波数反応曲線に影響を与えなかった（図1E；二元配置分散分析；薬物、F(2,164)=2.166、p=0.1179；周波数、F(3,164)=0.7402、p=0.5295；相互作用、F(6,164)=0.3469、p=0.9109）。周波数応答曲線下面積（AUC）は、異なる処理間で変化しなかった（図1F；一元配置分散分析；F(2,41)= 0.5950, p = 0.5563）。これらのデータを総合すると、IVMによるDSのDA放出の増加はP2X4受容体の活性化とは無関係であり、IVMはDA周波数反応に明らかな影響を及ぼさないことが示された。
IVMはDA放出に対するニコチン効果を減弱させる
IVMは既知のnAChR PAMであり [10,34]、nAChRはDA末端活性の強力な活性化因子および調節因子である [69]。さらに、アルコールのようなnAChRs PAMはDA末端機能を亢進させ、より大きな放出をもたらす [20]。したがって、IVMがDA放出に対する既知のnAChRの作用を修飾するかどうかを評価するための実験が行われた。コリン作動性介在ニューロンは、DA末端を直接脱分極させるためにアセチルコリンを放出する [58,72]。低濃度のアセチルコリンエステラーゼ阻害剤の存在下など、nAChRが軽く刺激される条件下では、単パルス誘発DA放出が増強される [71,72]。しかし、ニコチン受容体を長時間活性化すると（高濃度のフルアゴニストであるニコチンの存在下など）、受容体の脱感作が起こり [23]、その結果、電気的誘発DA放出に変化が生じ、しばしばハイパスフィルターと表現され、放出は高周波刺激条件に偏るようになる [45,70,72]（図2A）。IVM自体は、ハイパスフィルターの特性を強く示すことはなかった（図2B）。次に、IVMがDA放出に対するニコチンの作用に影響を及ぼすかどうかを調べる実験を行った（図2）。単一パルス刺激によるDA放出に対するIVM促進作用とは対照的に、ニコチン単独では、おそらくnAChRの脱感作が原因と思われるDA放出の減少がみられた [72]。しかし、IVM（50μM）とニコチン（300nM）を同時に作用させると、変動が増大し、DA放出に対するニコチンの抑制効果が有意に損なわれた（図2C；一元配置分散分析；F(3,45)= 9.944、p < 0.0001）。さらに、ニコチン単独では20Hzの5:1パルス比が増強され、典型的なハイパスフィルター効果が示された（図2D）。しかし、IVMとニコチンを併用すると、この比率はベースラインやIVM単独と同様に低下した（図2D；一元配置分散分析；F(3,45)= 11.11, p < 0.0001）。全周波数刺激条件曲線を調べると、ニコチンではよく特徴付けられたハイパスフィルター効果が観察された（図2A、E）。しかし、この効果はIVMの併用によって大きく減少し、IVM単独では周波数反応に明らかな効果は認められなかった（図2A-B,E；二元配置分散分析；薬物、F(3,209)= 30.97, p < 0.0001; 周波数、F(3,209)= 25.48, p < 0.0001; 交互作用、F(9,209)= 10.37, p < 0.0001）。IVMは、単一パルスおよび複数パルスの高頻度刺激によるDA放出に対するニコチンの作用をブロックするか、あるいはそれに対抗しているようであり、IVMがアロステリック作用を介してnAChRの脱感作を防いでいる可能性が示唆された。この所見は、刺激頻度反応曲線からのAUC測定値に要約されている（図2F）。IVMをニコチンと併用すると、ニコチン単独に比べてAUCの大きさが有意に減少した（図2F；一元配置分散分析；F(3,45)= 19.93, p < 0.0001）。このように、IVMはそれ自体でDA放出を促進し、ニコチンによって誘導されたnAChRの脱感作と高域周波数の偏りに対抗することから、DA放出に対するIVMの作用にはアセチルコリン系に対する作用が関与している可能性が示唆された。
IVMによるニコチン効果の減弱はP2X4受容体を介するものではない
IVMが介在するDA増強作用は、P2X4受容体に対するIVM-PAM作用によるものではない。しかし、先行研究では、IVMの行動効果にはP2X4受容体が必要であることが示されている [30,62]。さらに、線条体のいくつかの亜集団はニコチン受容体を発現しているため、ニコチン存在下でさらにDS回路がリクルートされて局所回路活性に影響を与え、P2X4受容体活性に影響を与える可能性がある。そこで、相互作用の可能性を排除するために、5-BDBD存在下でもニコチン実験を行った（図3）。もしIVMがP2X4受容体との相互作用を介してニコチン作用を調節しているのであれば、P2X4拮抗薬5-BDBDの存在によってDA放出に対するニコチン作用が回復するはずである。IVM、ニコチン、5-BDBDを同時に適用した実験では、ACSF単独と同様の効果が認められ、ニコチン単独とは有意に異なっていた（図3A,C；一元配置分散分析；F(3,42)= 6.779, p = 0.0008）。同様に、5:1の脈拍比に対するニコチンの影響は、5-BDBDを適用しても回復しなかった（図3B,D；一元配置分散分析；F(3,42)= 10.64, p < 0.0001）。5-BDBDはニコチン高頻度DA放出効果を回復しなかった（図3E；二元配置分散分析；薬物,F(3,163)= 24.71, p < 0.0001; 頻度,F(3,163)= 18.82, p < 0.0001; 交互作用、F(9,163)= 8.085, p < 0.0001)、これは周波数反応からのAUC測定値で要約される(図3F; 一元配置分散分析;F(3,40)= 17.98, p < 0.0001)。
したがって、コリン作動系に対するIVMの効果は、P2X4受容体の活性化とは無関係である。
IVMは線条体コリン作動性介在ニューロンの発火活性を増強する
IVMはニコチン受容体と相互作用することが知られているが [10,34]、IVMのアセチルコリン相互作用作用には、CINに対する間接的な作用、およびそれに続くアセチルコリン放出の変化も関与している可能性がある。そこで、DSのCIN発火に対するIVMの影響を、細胞付着型電気生理学的実験を用いて調べた。CINは目視で同定し、ホウケイ酸ガラスのキャピラリー電極を用いてパッチした（図4A）。IVMによりCINの発火周波数は1.32±0.53Hzから3.15±1.47Hzに増加した（図4B-C,D；両側Wilcoxonマッチドペア検定；p= 0.0156）。発火周波数の分散は増加傾向にあったが、有意ではなかった（図4E；両側ウィルコクソンのマッチドペア検定；p= 0.1094）。したがって、IVMの効果の一部はCINの発火に対する興奮性作用によるものであり、この作用がFSCV研究で観察されたニコチン反応に影響を及ぼしている可能性が高い。いずれにせよ、これらのデータは、IVMが線条体アセチルコリン系への作用を通じてDA放出とニコチン効果に影響を及ぼしているという仮説を支持するものである。
IVMによるDA放出の増加はnAChRを介して誘導される
次に、IVMがnAChRを介してドーパミン作動性作用を示すかどうかを検討した。nAChR拮抗薬hexamethonium（HEX；200μM）を脳切片に投与し、DA放出に対するIVM効果との相互作用を測定した。単一パルスのDA放出はHEXによって大きく減少した（図5A-C）。HEXにIVMを加えると、単一パルスDA放出に顕著な変化は起こらず、正規化シグナルはベースラインとIVM単独の両方に比べて有意に低いままであった（図5A-C；一元配置分散分析；F(3,60)= 84.14, p < 0.0001）。定性的には、ニコチンで観察されたのと同様に、5：1のパルス比（20Hz）はHEX後に増加し、IVM＋HEXの併用ではそれ以上の増加は観察されなかった（図5D；一元配置分散分析；F(2,26)= 5.688, p = 0.0089）。HEXとHEX + IVMの周波数応答は、いずれも薬物投与前の条件よりも有意に大きく、正規化されたピークの高さは周波数が高くなるにつれて次第に有意になった（図5E；二元配置分散分析；薬物、F(2,117)= 14.85, p < 0.0001; 周波数、F(3,117)= 21.06, p < 0.0001; 交互作用、F(3,117)= 3.229, p = 0.0057）。AUCを用いた各治療の全体的な周波数反応の測定では、HEX単独とHEX + IVMの両方が、ベースラインレベルと比較して周波数効果を有意に増加させた（図5F；一元配置分散分析；F(2,26)= 10.89, p = 0.0004）。Fig.2のアゴニストデータと合わせて、Fig.4,5の結果は、IVMがnAChR活性の亢進を介してDA放出を増加させるという仮説を支持するものである。
IVMはL-DOPAによるDA放出を増加させる
先行研究では、IVMがL-DOPA誘発行動を増強することが示されている[59]。このIVMとL-DOPAの相互作用を考慮し、IVMがDA放出に対するL-DOPAの作用を増強するかどうかを調べる実験を行った。L-DOPAを投与すると単パルスDA放出が増加し、L-DOPAとIVMを併用するとさらに有意に増加した（図6A-C；一元配置分散分析；F(3,83)= 22.74, p < 0.0001）。別の実験では、IVMはDA放出を増加させた（図6A-C）。L-DOPAまたはIVMの単独投与は、DA放出の正規化された5:1パルス比（20Hz）には影響を及ぼさなかった。しかし、L-DOPAとIVMの併用は、ベースラインレベルと比較して5:1パルス比を統計的に減少させた（図6D；一元配置分散分析；F(3,74)= 3.486, p = 0.0199）。これらの結果は、一次刺激で放出が亢進すると二次パルスで減衰するペアパルス刺激研究を反映している[38,46]。したがって、IVM + L-DOPA併用で5:1パルス比が減少したのは、1パルス刺激中の放出確率が増加した結果、5パルス刺激条件では易放出性プールが減少したためと考えられる。このことから、IVMはL-DOPA単独よりもDA放出を増加させ、IVMの効果はL-DOPAとは異なるメカニズムであることが示唆された。
IVMはL-DOPAとともにDA放出を増加させる。ADSにおける単一パルス電気誘発DA放出の代表的トレースで、処理前のACSF（黒）、L-DOPA（青）、L-DOPA＋IVM（紫）を比較した。別の実験では、IVMがDA放出を増加させることが示された（ACSF：黒、IVM：赤）。B前処理ACSF（1番目）、L-DOPA（2番目）、L-DOPA＋IVM（3番目）、IVM（4番目）によるDA放出の代表的カラープロット。CL-DOPAおよびL-DOPA + IVMは、ACSF処理前レベルと比較して、シングルパルスDA放出を有意に増加させた。DL-DOPA＋IVMは、ACSF前処置と比較して、正規化された20Hzの5パルス比を有意に減少させたが、L-DOPA単独およびIVM単独では効果はなかった。アスタリスク *,**,***(灰色)は、ACSF前処置と比較して、それぞれ有意水準p < 0.05, p < 0.01, p < 0.001を示す。アスタリスク***（紫）は、L-DOPA + IVMと比較して有意水準p < 0.001を示す。アスタリスク *（赤）はIVMと比較して有意水準p < 0.05を示す。
考察
今回の目的は、線条体DA放出に対するIVMの効果と薬理学的機序を明らかにすることであった。イベルメクチンはP2X4受容体の活性化とは無関係に線条体DA放出を増加させた。さらに、IVMはDA放出に対するニコチン脱感作作用を低下させ、IVMの作用はニコチン受容体拮抗作用によって阻害された。IVMはCINの発火も亢進させたことから、IVMは複数のコリン作動性関連機序を介してDA放出に影響を及ぼしている可能性が高い。重要なことは、IVMをL-DOPAと併用した場合、L-DOPA単独の場合よりも大量のDA放出がみられたことである。L-DOPAはDAの生合成前駆体であり、DA小胞の含量を増加させることによりDA放出を増加させる [41]。イベルメクチンは単パルス刺激によるDA放出を増加させるが、L-DOPAと併用すると高頻度と低頻度のDA放出比を減少させる。この比率の低下は、IVMの作用のほとんどがDA終末の興奮によるものであり、小胞含量の付加的な変化によるものではないことを示している。
イベルメクチンはFDAの認可を受けており、熱帯寄生虫症の治療に臨床的に使用されている [18,42]。IVMはもともと1981年に動物薬として使用されていたが、その後1988年にヒトへの使用が承認され [13] 、特にオンコセルカ症、蠕虫症、疥癬の治療薬として使用されるようになった [42] 。疥癬に対する唯一の経口薬として推奨されている [22] 。イベルメクチンは、無脊椎動物のグルタミン酸ゲート型クロライドチャネルに結合することで抗寄生虫薬として作用し、寄生虫のニューロンや筋肉の過分極を引き起こし、麻痺を引き起こし、最終的には死に至る [21] 。イベルメクチンは抗炎症作用もあり、比較的忍容性が高い。IVMは比較的安全であり、FDAの認可を受けており、一般的に処方されているため、神経回路に対する影響を理解することが重要である。さらに、イベルメクチンはアロステリックモジュレーターであるため、臨床的に使用されている他の物質の薬理学的効果を増幅する可能性がある。イベルメクチンそのものがコリン作動性機序を介してDSのDA放出を増加させるため、PD、気分障害、注意欠陥障害などDA回路の機能不全を有する患者に有効である可能性がある。
アセチルコリン関連機序によるIVM効果
背側および腹側線条体全体において、CINはDA放出の重要な周波数依存性調節因子であり [17,40]、DA細胞の発火とは無関係にDA放出を促進することができる [58,69]。DA末端のCIN活性とニコチン性アセチルコリン受容体を調節する薬物は、高周波数刺激と低周波数刺激によるDA放出の比率を高め、ハイパスフィルターとしてよく知られている効果である [45,51,70,72]。CINによるDAの強力な制御にもかかわらず、本研究では、IVM単独存在下での高周波刺激によるDA放出の増強は示されなかった。これは、IVMがニコチンによって誘発されたDA放出の変化を減弱させたのとは対照的であった。このことは、IVMがDA放出を調節するDSコリン作動系に影響を及ぼしていることを示している。IVMはCINの発火頻度を直接増加させるので、DA放出の増加にはCINの興奮性の変化と、それに続くnAChRに対する下流の作用が関与している可能性が高い。これらの所見は、DA末端へのCIN入力を遮断するHEXの適用によってさらに検証された。nAChR拮抗作用によってアセチルコリンの作用を阻害することで、IVMはもはやDA単パルス放出を増加させなかった。従って、IVMはDA末端のnAChRを介して作用し、放出を亢進させている可能性が高い。興味深いことに、IVMの存在下でも、HEXは複数パルスの刺激に対してハイパスフィルター効果を誘導した。このことは、nAChRがIVM作用の最終的な共通経路であることを示唆しており、IVMがコリン作動性システムおよびCINとDA末端の間の伝達を介して作用しているという仮説をさらに強固なものにしている。
ニコチンはここでも以前にもDA放出を減少させた [47,72]ので、nAChR活性がDA放出を増強することは意外かもしれない。しかし、誘発されたDA放出のこの減少は、おそらく受容体の脱感作によるものであり、より穏やかなnAChR刺激であればDA放出が亢進することに注意すべきである。例えば、チャネルロドプシンを介したコリン作動性介在ニューロンの刺激により、nAChRに依存したDA放出が起こる [58]。さらに、アセチルコリン濃度を高める機能を持つコリンエステラーゼ阻害剤（アンベノニウム、ガランタミン、ドネペジル）[37]は、低濃度では誘発DA放出を増加させるが、高濃度では抑制する[70]。同様に、nAChRに対するエタノールの明らかなPAM効果も以前に観察されており、低濃度ではDA終末を増強させるが [20]、高濃度では抑制する [67]。これらの先行研究では、興奮性と抑制性の両方のエタノール作用がnAChRアンタゴニストによって阻害されている。高濃度におけるnAChRの脱感作をさらに裏付けるものとして、長時間のコリンエステラーゼ阻害剤投与によってnAChR電流の明らかな減少が観察された最近のパッチクランプ研究がある [33]。従って、DA放出を促進するIVMの効果は、nAChRの脱感作が損なわれることにより、DA末端の興奮とそれに続く放出が増大することによると推測される。
P2X4受容体に対するIVM効果
イベルメクチンはP2X4受容体、ニコチン受容体、γ-アミノ酪酸A型（GABAA）受容体に対するPAMである [4,9,12,14,16,25,30,62,64]。注目すべきことに、P2X4受容体ノックアウト（KO）マウスでは、IVMの行動学的効果が減弱する。具体的には、IVMはエタノール飲酒を減少させ、運動行動を増加させるが、これらのIVM効果はP2X4受容体を介するものである［30,62］。
これらの先行研究に基づき、DA放出に対するIVM効果にはP2X4受容体が関与していると仮定された。しかし、P2X4受容体拮抗薬5-BDBDを用いた実験が複数回行われ、P2X4拮抗作用はニコチン相互作用を含め、DA放出に対するIVMの作用を一切阻害しなかった。しかし、P2X4受容体が、本明細書では検証されていないこれらの回路の他の側面に関与している可能性はある。例えば、P2X4受容体は、末梢のサイトカインネットワークを介して活性化される脳のミクログリアと同様に、末梢の免疫細胞にも発現している [24]。さらに、P2X4受容体の関与は、脳スライスには存在しない上流の回路を含む、他の脳領域にも存在する可能性がある。例えば、今回の実験はすべてDS脳スライスで行われたが、DSはPDに伴う運動行動やDA放出の減少と関連している[50]。したがって、これまでの行動学的P2X4 KO研究には、末梢免疫の要素や、現時点では除外されている付加的な回路の要素がある。P2X4 KOマウスを用いてP2X4受容体と運動行動を関連づけた以前の研究では、P2X4受容体がDA末端機能の調節に関与していることが示されています[30]。今回の実験が急性のIVMと5-BDBDへの曝露のみを対象としたものであることを考慮すると、P2X4受容体のDA放出に対する作用は、長時間の曝露により直接的に現れる可能性がある。いずれにせよ、今回の結果は、DA末端に対するIVMの作用が局所コリン作動系に依存していることを示す強力な証拠となった。IVMは、グルタミン酸ゲート型クロライドチャネルやグリシン受容体など、他のリガンドゲート型イオンチャネルにも作用する可能性があることに注意することが重要である［15,49］が、これらの受容体についてはここでは検討しなかった。
L-DOPA
マウスPDモデルを用いた以前の研究では、L-DOPAとIVMを併用することで、L-DOPA単独よりもDA運動行動がより大きく変化することが示された [30,59]。現在、L-DOPAを投与するとDA放出が増加し、IVMを併用するとさらに増加した。これらの実験結果から、先行するPDマウスモデルでみられた行動効果は、L-DOPAとIVMが複数のメカニズム、具体的にはL-DOPAによる小胞内DA含量の増加［44］、IVMによる放出確率の増加を通じてDA放出を増加させる能力によるものであることが示唆される。PDの治療には、多剤併用療法が一般的である [56] 。ヒトにおけるイベルメクチンとL-DOPAの相互作用はこれまで報告されていないが、IVMとL-DOPAがともに一般的に処方されていることを考慮すると、発表されている研究がないことから、処方された用量ではせいぜい軽度の相互作用であることが示唆される。いずれにせよ、今回の実験から、治療を容易にしたり複雑にしたりする可能性のある相互作用が示唆された。L-DOPAはIVMの機序的効果を検証するための実験変数として使用されたのであり、PD治療に関する情報提供のために使用されたわけではない。
L-DOPA実験から注目すべき点は、IVMもL-DOPAも単独では5:1パルス比に影響を及ぼさなかったが（両薬剤とも放出を促進したが、刺激条件によって放出は同様に促進された）、IVM+L-DOPAを併用すると5:1パルス比が減少したことである（高頻度刺激は放出に対する影響を減少させた）。1パルス実験からの放出は薬物併用実験の方が大きかったことから、この比率の低下は、IVM＋L-DOPA条件下で、容易に放出可能なDAのプールが減少したためであることが示唆された。これは、ペアパルス刺激で最初のパルス刺激に比べて2回目のパルス刺激の放出が減少する先行電気生理学的研究と同様である [38,46]。電気刺激を繰り返すと、易放出性DAプールが減少することが以前に示されている [65]。放出確率における同様の変化は、メタンフェタミンを用いたin vivoモデルでも示されており、易放出性プールが増加する一方で予備プールは枯渇し、刺激の種類に依存したDA放出の変化を示している [11]。L-DOPAはDAの前駆体であり、主に容易に利用可能なDAを増加させることによって働く。IVMとL-DOPAの併用によりパルス比が5:1に減少したことから、IVMはL-DOPA単独よりもDA放出を増加させ、IVMの作用はL-DOPAとは異なるメカニズムであることが示唆される。
結論
本研究は、スライスにおけるDA放出に対するIVMの効果について新しい情報を提供するものである。線条体におけるドパミン放出は、イオンチャネル、自己受容体、異種受容体を含む多くの内在性因子によって媒介される。FSCV実験により、IVMは、P2X4受容体がこの領域のミクログリアだけでなく他の細胞にも存在するにもかかわらず、DSのP2X4受容体活性とは無関係にDA放出を増加させていることがわかった。イベルメクチンはまた、P2X4受容体を介さない方法で、ニコチン効果をハイパスフィルターとして減衰させる。加えて、IVMはCINの発火頻度を増加させることができ、IVMがDA放出に影響を及ぼすメカニズムである可能性が強調された。そこで、HEXを用いてnAChRのCIN出力を遮断したところ、IVMはDA放出を増加させることができなくなった。イベルメクチンもハイパスフィルターとしてのHEXをブロックできなかったことから、IVMがnAChRを介してDA放出に直接影響していることが示唆され、IVMがCINを介してDA放出に作用していることのさらなる証拠が得られた。さらに、IVMとL-DOPAを併用すると、IVMまたはL-DOPA単独投与に比べてDA放出がさらに増加した。さらに、L-DOPAとIVMを併用すると、正規化5パルス比が減少したことから、L-DOPAとIVMを併用すると、DA易放出性プールが減少することが示された。本研究により、DA放出に対するIVMの作用と、IVMがDSにおけるコリン作動性システムをどのように介在できるかが解明された。
データおよび資料の入手
本研究中に作成されたデータセットおよび/または本研究中に解析されたデータセットは、要望があれば提供する。
参考文献
Aarsland D, Påhlhagen S, Ballard CG, Ehrt U, Svenningsson P. Depression in Parkinson disease–epidemiology, mechanisms and management. Nat Rev Neurol. 2011;8(1):35–47. https://doi.org/10.1038/nrneurol.2011.189.
Bennett BD, Wilson CJ. Spontaneous activity of neostriatal cholinergic interneurons in vitro. J Neurosci. 1999;19(13):5586–96. https://doi.org/10.1523/jneurosci.19-13-05586.1999.
Bondarenko V, Wells MM, Chen Q, Tillman TS, Singewald K, Lawless MJ, Tang P. Structures of highly flexible intracellular domain of human α7 nicotinic acetylcholine receptor. Nat Commun. 2022;13(1):793. https://doi.org/10.1038/s41467-022-28400-x.
Bortolato M, Yardley MM, Khoja S, Godar SC, Asatryan L, Finn DA, Davies DL. Pharmacological insights into the role of P2X4 receptors in behavioural regulation: lessons from ivermectin. Int J Neuropsychopharmacol. 2013;16(5):1059–70. https://doi.org/10.1017/s1461145712000909.
Britt JP, McGehee DS. Presynaptic opioid and nicotinic receptor modulation of dopamine overflow in the nucleus accumbens. J Neurosci. 2008;28(7):1672–81. https://doi.org/10.1523/jneurosci.4275-07.2008.
Brown MT, Tan KR, O’Connor EC, Nikonenko I, Muller D, Lüscher C. Ventral tegmental area GABA projections pause accumbal cholinergic interneurons to enhance associative learning. Nature. 2012;492(7429):452–6. https://doi.org/10.1038/nature11657.
Brundage JN, Mason CP, Wadsworth HA, Finuf CS, Nelson JJ, Ronström PJW, Yorgason JT. Regional and sex differences in spontaneous striatal dopamine transmission. J Neurochem. 2022;160(6):598–612. https://doi.org/10.1111/jnc.15473.
Chinta SJ, Andersen JK. Dopaminergic neurons. Int J Biochem Cell Biol. 2005;37(5):942–6. https://doi.org/10.1016/j.biocel.2004.09.009.
Coddou C, Stojilkovic SS, Huidobro-Toro JP. Allosteric modulation of ATP-gated P2X receptor channels. Rev Neurosci. 2011;22(3):335–54. https://doi.org/10.1515/rns.2011.014.
Collins T, Millar NS. Nicotinic acetylcholine receptor transmembrane mutations convert ivermectin from a positive to a negative allosteric modulator. Mol Pharmacol. 2010;78(2):198–204. https://doi.org/10.1124/mol.110.064295.
Covey DP, Juliano SA, Garris PA. Amphetamine elicits opposing actions on readily releasable and reserve pools for dopamine. PLoS ONE. 2013;8(5): e60763. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0060763.
Crichlow EC, Mishra PR, Crawford RD. Anticonvulsant effects of ivermectin in genetically-epileptic chickens. Neuropharmacology. 1986;25(10):1085–8. https://doi.org/10.1016/0028-3908(86)90154-1.
Crump A, Ōmura S. Ivermectin, “wonder drug” from Japan: the human use perspective. Proc Jpn Acad Ser B Phys Biol Sci. 2011;87(2):13–28. https://doi.org/10.2183/pjab.87.13.
Dawson GR, Wafford KA, Smith A, Marshall GR, Bayley PJ, Schaeffer JM, McKernan RM. Anticonvulsant and adverse effects of avermectin analogs in mice are mediated through the gamma-aminobutyric acid(A) receptor. J Pharmacol Exp Ther. 2000;295(3):1051–60.
Degani-Katzav N, Klein M, Har-Even M, Gortler R, Tobi R, Paas Y. Trapping of ivermectin by a pentameric ligand-gated ion channel upon open-to-closed isomerization. Sci Rep. 2017;7:42481. https://doi.org/10.1038/srep42481.
Diggs HE, Feller DJ, Crabbe JC, Merrill C, Farrell E. Effect of chronic ivermectin treatment on GABA receptor function in ethanol withdrawal-seizure prone and resistant mice. Lab Anim Sci. 1990;40(1):68–71.
Ferris MJ, Calipari ES, Yorgason JT, Jones SR. Examining the complex regulation and drug-induced plasticity of dopamine release and uptake using voltammetry in brain slices. ACS Chem Neurosci. 2013;4(5):693–703. https://doi.org/10.1021/cn400026v.
Fox LM. Ivermectin: uses and impact 20 years on. Curr Opin Infect Dis. 2006;19(6):588–93. https://doi.org/10.1097/QCO.0b013e328010774c.
Franklin KM, Asatryan L, Jakowec MW, Trudell JR, Bell RL, Davies DL. P2X4 receptors (P2X4Rs) represent a novel target for the development of drugs to prevent and/or treat alcohol use disorders. Front Neurosci. 2014;8:176. https://doi.org/10.3389/fnins.2014.00176.
Gao F, Chen D, Ma X, Sudweeks S, Yorgason JT, Gao M, Wu J. Alpha6-containing nicotinic acetylcholine receptor is a highly sensitive target of alcohol. Neuropharmacology. 2019;149:45–54. https://doi.org/10.1016/j.neuropharm.2019.01.021.
Gowtham S, Karthikeyan K. Wonder drug for worms: a review of three decades of ivermectin use in dermatology. Indian J Dermatol Venereol Leprol. 2019;85(6):674–8. https://doi.org/10.4103/ijdvl.IJDVL_840_18.
Gunning K, Pippitt K, Kiraly B, Sayler M. Pediculosis and scabies: treatment update. Am Fam Physician. 2012;86(6):535–41.
Gómez AA, Shnitko TA, Barefoot HM, Brightbill EL, Sombers LA, Nicola SM, Robinson DL. Local μ-opioid receptor antagonism blunts evoked phasic dopamine release in the nucleus accumbens of rats. ACS Chem Neurosci. 2019;10(4):1935–40. https://doi.org/10.1021/acschemneuro.8b00437.
Hoogland IC, Houbolt C, van Westerloo DJ, van Gool WA, van de Beek D. Systemic inflammation and microglial activation: systematic review of animal experiments. J Neuroinflammation. 2015;12:114. https://doi.org/10.1186/s12974-015-0332-6.
Jelínková I, Yan Z, Liang Z, Moonat S, Teisinger J, Stojilkovic SS, Zemková H. Identification of P2X4 receptor-specific residues contributing to the ivermectin effects on channel deactivation. Biochem Biophys Res Commun. 2006;349(2):619–25. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2006.08.084.
Kawaguchi Y. Neostriatal cell subtypes and their functional roles. Neurosci Res. 1997;27(1):1–8. https://doi.org/10.1016/s0168-0102(96)01134-0.
Kemp JM, Powell TP. The structure of the caudate nucleus of the cat: light and electron microscopy. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 1971;262(845):383–401. https://doi.org/10.1098/rstb.1971.0102.
Khoja S, Asatryan L, Jakowec MW, Davies DL. Dopamine receptor blockade attenuates purinergic p2x4 receptor-mediated prepulse inhibition deficits and underlying molecular mechanisms. Front Cell Neurosci. 2019;13:331. https://doi.org/10.3389/fncel.2019.00331.
Khoja S, Huynh N, Warnecke AMP, Asatryan L, Jakowec MW, Davies DL. Preclinical evaluation of avermectins as novel therapeutic agents for alcohol use disorders. Psychopharmacology. 2018;235(6):1697–709. https://doi.org/10.1007/s00213-018-4869-9.
Khoja S, Shah V, Garcia D, Asatryan L, Jakowec MW, Davies DL. Role of purinergic P2X4 receptors in regulating striatal dopamine homeostasis and dependent behaviors. J Neurochem. 2016;139(1):134–48. https://doi.org/10.1111/jnc.13734.
Kimura H, McGeer PL, Peng F, McGeer EG. Choline acetyltransferase-containing neurons in rodent brain demonstrated by immunohistochemistry. Science. 1980;208(4447):1057–9. https://doi.org/10.1126/science.6990490.
Kircik LH, Del Rosso JQ, Layton AM, Schauber J. Over 25 years of clinical experience with ivermectin: an overview of safety for an increasing number of indications. J Drugs Dermatol. 2016;15(3):325–32.
Kramer PF, Brill-Weil SG, Cummins AC, Zhang R, Camacho-Hernandez GA, Newman AH, Khaliq ZM. Synaptic-like axo-axonal transmission from striatal cholinergic interneurons onto dopaminergic fibers. Neuron. 2022;110(18):2949-2960.e2944. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2022.07.011.
Krause RM, Buisson B, Bertrand S, Corringer PJ, Galzi JL, Changeux JP, Bertrand D. Ivermectin: a positive allosteric effector of the alpha7 neuronal nicotinic acetylcholine receptor. Mol Pharmacol. 1998;53(2):283–94. https://doi.org/10.1124/mol.53.2.283.
Kreitzer AC. Physiology and pharmacology of striatal neurons. Annu Rev Neurosci. 2009;32:127–47. https://doi.org/10.1146/annurev.neuro.051508.135422.
Mamaligas AA, Barcomb K, Ford CP. cholinergic transmission at muscarinic synapses in the striatum is driven equally by cortical and thalamic inputs. Cell Rep. 2019;28(4):1003-1014.e1003. https://doi.org/10.1016/j.celrep.2019.06.077.
Mamaligas AA, Ford CP. Spontaneous synaptic activation of muscarinic receptors by striatal cholinergic neuron firing. Neuron. 2016;91(3):574–86. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2016.06.021.
Manabe T, Wyllie DJ, Perkel DJ, Nicoll RA. Modulation of synaptic transmission and long-term potentiation: effects on paired pulse facilitation and EPSC variance in the CA1 region of the hippocampus. J Neurophysiol. 1993;70(4):1451–9. https://doi.org/10.1152/jn.1993.70.4.1451.
Miller DB, O’Callaghan JP. Biomarkers of Parkinson’s disease: present and future. Metabolism. 2015;64(3 Suppl 1):S40-46. https://doi.org/10.1016/j.metabol.2014.10.030.
Nolan SO, Zachry JE, Johnson AR, Brady LJ, Siciliano CA, Calipari ES. Direct dopamine terminal regulation by local striatal microcircuitry. J Neurochem. 2020;155(5):475–93. https://doi.org/10.1111/jnc.15034.
Omiatek DM, Bressler AJ, Cans AS, Andrews AM, Heien ML, Ewing AG. The real catecholamine content of secretory vesicles in the CNS revealed by electrochemical cytometry. Sci Rep. 2013;3:1447. https://doi.org/10.1038/srep01447.
Omura S, Crump A. Ivermectin: panacea for resource-poor communities? Trends Parasitol. 2014;30(9):445–55. https://doi.org/10.1016/j.pt.2014.07.005.
Priel A, Silberberg SD. Mechanism of ivermectin facilitation of human P2X4 receptor channels. J Gen Physiol. 2004;123(3):281–93. https://doi.org/10.1085/jgp.200308986.
Qi L, Thomas E, White SH, Smith SK, Lee CA, Wilson LR, Sombers LA. Unmasking the effects of L-DOPA on rapid dopamine signaling with an improved approach for nafion coating carbon-fiber microelectrodes. Anal Chem. 2016;88(16):8129–36. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.6b01871.
Rice ME, Cragg SJ. Nicotine amplifies reward-related dopamine signals in striatum. Nat Neurosci. 2004;7(6):583–4. https://doi.org/10.1038/nn1244.
Ronström JW, Williams SB, Payne A, Obray DJ, Hafen C, Burris M, Yorgason JT. Interleukin-10 enhances activity of ventral tegmental area dopamine neurons resulting in increased dopamine release. Brain Behav Immun. 2023;113:145–55. https://doi.org/10.1016/j.bbi.2023.07.007.
Schilaty ND, Hedges DM, Jang EY, Folsom RJ, Yorgason JT, McIntosh JM, Steffensen SC. Acute ethanol inhibits dopamine release in the nucleus accumbens via α6 nicotinic acetylcholine receptors. J Pharmacol Exp Ther. 2014;349(3):559–67. https://doi.org/10.1124/jpet.113.211490.
Schindelin, J., Arganda-Carreras, I., Frise, E., Kaynig, V., Longair, M., Pietzsch, T., . . . Cardona, A. (2012). Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods, 9(7), 676–682. doi:https://doi.org/10.1038/nmeth.2019
Shan Q, Haddrill JL, Lynch JW. Ivermectin, an unconventional agonist of the glycine receptor chloride channel. J Biol Chem. 2001;276(16):12556–64. https://doi.org/10.1074/jbc.M011264200.
Shen W, Zhai S, Surmeier DJ. Striatal synaptic adaptations in Parkinson’s disease. Neurobiol Dis. 2022;167: 105686. https://doi.org/10.1016/j.nbd.2022.105686.
Sulzer D, Cragg SJ, Rice ME. Striatal dopamine neurotransmission: regulation of release and uptake. Basal Ganglia. 2016;6(3):123–48. https://doi.org/10.1016/j.baga.2016.02.001.
Tepper JM, Koós T, Ibanez-Sandoval O, Tecuapetla F, Faust TW, Assous M. Heterogeneity and diversity of striatal GABAergic interneurons: update 2018. Front Neuroanat. 2018;12:91. https://doi.org/10.3389/fnana.2018.00091.
Tepper JM, Tecuapetla F, Koós T, Ibáñez-Sandoval O. Heterogeneity and diversity of striatal GABAergic interneurons. Front Neuroanat. 2010;4:150. https://doi.org/10.3389/fnana.2010.00150.
Threlfell S, Lalic T, Platt NJ, Jennings KA, Deisseroth K, Cragg SJ. Striatal dopamine release is triggered by synchronized activity in cholinergic interneurons. Neuron. 2012;75(1):58–64. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2012.04.038.
Unal B, Ibáñez-Sandoval O, Shah F, Abercrombie ED, Tepper JM. Distribution of tyrosine hydroxylase-expressing interneurons with respect to anatomical organization of the neostriatum. Front Syst Neurosci. 2011;5:41. https://doi.org/10.3389/fnsys.2011.00041.
Van der Schyf CJ, Geldenhuys WJ. Multimodal drugs and their future for Alzheimer’s and Parkinson’s disease. Int Rev Neurobiol. 2011;100:107–25. https://doi.org/10.1016/b978-0-12-386467-3.00006-6.
Virk MS, Sagi Y, Medrihan L, Leung J, Kaplitt MG, Greengard P. Opposing roles for serotonin in cholinergic neurons of the ventral and dorsal striatum. Proc Natl Acad Sci U S A. 2016;113(3):734–9. https://doi.org/10.1073/pnas.1524183113.
Wadsworth HA, Anderson EQ, Williams BM, Ronström JW, Moen JK, Lee AM, Steffensen SC. Role of α6-nicotinic receptors in alcohol-induced GABAergic synaptic transmission and plasticity to cholinergic interneurons in the nucleus accumbens. Mol Neurobiol. 2023;60(6):3113–29. https://doi.org/10.1007/s12035-023-03263-5.
Warnecke AMP, Kang MS, Jakowec MW, Davies DL. The macrocyclic lactones ivermectin and moxidectin show differential effects on rotational behavior in the 6-hydroxydopamine mouse model of Parkinson’s disease. Behav Brain Res. 2020;393: 112804. https://doi.org/10.1016/j.bbr.2020.112804.
Weinhausen S, Nagel J, Namasivayam V, Spanier C, Abdelrahman A, Hanck T, Müller CE. Extracellular binding sites of positive and negative allosteric P2X4 receptor modulators. Life Sci. 2022;311(Pt A):121143. https://doi.org/10.1016/j.lfs.2022.121143.
Wilson CJ, Chang HT, Kitai ST. Firing patterns and synaptic potentials of identified giant aspiny interneurons in the rat neostriatum. J Neurosci. 1990;10(2):508–19. https://doi.org/10.1523/jneurosci.10-02-00508.1990.
Wyatt LR, Finn DA, Khoja S, Yardley MM, Asatryan L, Alkana RL, Davies DL. Contribution of P2X4 receptors to ethanol intake in male C57BL/6 mice. Neurochem Res. 2014;39(6):1127–39. https://doi.org/10.1007/s11064-014-1271-9.
Wyatt LR, Godar SC, Khoja S, Jakowec MW, Alkana RL, Bortolato M, Davies DL. Sociocommunicative and sensorimotor impairments in male P2X4-deficient mice. Neuropsychopharmacology. 2013;38(10):1993–2002. https://doi.org/10.1038/npp.2013.98.
Yardley MM, Wyatt L, Khoja S, Asatryan L, Ramaker MJ, Finn DA, Davies DL. Ivermectin reduces alcohol intake and preference in mice. Neuropharmacology. 2012;63(2):190–201. https://doi.org/10.1016/j.neuropharm.2012.03.014.
Yavich L, Tanila H, Vepsäläinen S, Jäkälä P. Role of alpha-synuclein in presynaptic dopamine recruitment. J Neurosci. 2004;24(49):11165–70. https://doi.org/10.1523/jneurosci.2559-04.2004.
Yorgason JT, España RA, Jones SR. Demon voltammetry and analysis software: analysis of cocaine-induced alterations in dopamine signaling using multiple kinetic measures. J Neurosci Methods. 2011;202(2):158–64. https://doi.org/10.1016/j.jneumeth.2011.03.001.
Yorgason JT, Rose JH, McIntosh JM, Ferris MJ, Jones SR. Greater ethanol inhibition of presynaptic dopamine release in C57BL/6J than DBA/2J mice: role of nicotinic acetylcholine receptors. Neuroscience. 2015;284:854–64. https://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2014.10.052.
Yorgason JT, Wadsworth HA, Anderson EJ, Williams BM, Brundage JN, Hedges DM, Steffensen SC. Modulation of dopamine release by ethanol is mediated by atypical GABA(A) receptors on cholinergic interneurons in the nucleus accumbens. Addict Biol. 2022;27(1):e13108. https://doi.org/10.1111/adb.13108.
Yorgason JT, Zeppenfeld DM, Williams JT. Cholinergic interneurons underlie spontaneous dopamine release in nucleus accumbens. J Neurosci. 2017;37(8):2086–96. https://doi.org/10.1523/jneurosci.3064-16.2017.
Zhang H, Sulzer D. Frequency-dependent modulation of dopamine release by nicotine. Nat Neurosci. 2004;7(6):581–2. https://doi.org/10.1038/nn1243.
Zhang L, Zhou FM, Dani JA. Cholinergic drugs for Alzheimer’s disease enhance in vitro dopamine release. Mol Pharmacol. 2004;66(3):538–44. https://doi.org/10.1124/mol.104.000299.
Zhou FM, Liang Y, Dani JA. Endogenous nicotinic cholinergic activity regulates dopamine release in the striatum. Nat Neurosci. 2001;4(12):1224–9. https://doi.org/10.1038/nn769.
Zhou FM, Wilson CJ, Dani JA. Cholinergic interneuron characteristics and nicotinic properties in the striatum. J Neurobiol. 2002;53(4):590–605. https://doi.org/10.1002/neu.10150.
謝辞
著者らは、薬理学的結果の解釈について有益な意見をくれたErin Calipari博士とLillian Brady博士に感謝したい。
資金提供
本研究は、NIAAA R01AA030577（JTY）、BYU指導研究費（JTY）、NIAAA R01AA022448（DLD）、USC Institute of Addiction Science（DLD）の支援を受けた。
ご来訪ありがとうございます。
